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适用于新鲜血液、抗凝全血、唾液和细胞。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 裂解缓冲液出现沉淀。解决办法：用前请先检查裂解缓冲液是否出现沉淀，如有沉淀，可在56℃水浴几分钟重新溶解。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 漂洗过程中出现DNA损失。解决办法：漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

4. 磁珠悬浮液及异丙醇-磁珠混合物混匀不充分。解决办法：（1） 磁珠悬浮液使用前需充分涡旋混匀至少20秒；（2）异丙醇-磁珠混合液配制后必须再次涡旋振荡20秒以确保溶液均一；（3）每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

5. 样本裂解不完全。解决办法：加入裂解缓冲液后涡旋5秒，56℃水浴15分钟（期间涡旋2次），使其充分混匀。

6. 冷冻抗凝血液样本解冻后混合不当。解决办法：冷冻抗凝血液需提前在室温下放置，融化混匀。

7. 起始物料的储存不当。解决办法：使用新鲜或妥善保存的样本（避免反复冻融）。

8. 样本投入量多。解决办法：血液体积大于或小于200 μL，蛋白酶K、裂解缓冲液和异丙醇与磁珠混合物的用量需按比例调整。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液。 

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：确保漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

3. 盐离子残留影响测量。解决办法：确保结合和漂洗缓冲液洗涤后完全清除上清，必要时用细枪头吸尽残留液体。

4. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

5. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用洗脱缓冲液维持稳定pH值。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

CWY005S的DNA提取得率较高，但纯度可能稍逊于CWY129S。

预装型产品专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

原因：样本质量不佳；磁珠吸附或洗涤步骤不彻底。解决方法：对于样本处理，新鲜样本应尽快处理或-70℃冻存，避免反复冻融；实验操作上需特别注意异丙醇和磁珠的规范处理，包括移液枪吹吸混匀、充分涡旋振荡20秒使其均匀混合，严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤，特别要注意在仪器运行23分钟暂停时及时加入异丙醇-磁珠混合液并确保异丙醇-磁珠混物充分混匀。